Нелинейные локальные деформации мембран эритроцитов: нормальные эритроциты (Часть 1)

Изучение механических свойств мембран эритроцитов — острая проблема в практической реаниматологии и реабилитологии, так как способность эритроцитов деформироваться определяет возможность их прохождения через капиллярную сеть и реологию крови в целом.

Цель работы: исследование процесса нелинейной деформации мембран нормальных эритроцитов.

Материалы и методы. Методом атомно-силовой спектроскопии исследовали локальную жесткость мембран эритроцитов: дискоцитов — на торе и на впадине, планоцитов — на поверхности клетки.

Результаты. Процесс нелинейной деформации описывали функциями h(z), h/z (h) и μ(h). Этот набор функций полно описывает процесс идентации (погружения) зонда в мембраны. Показали, что пошаговые зависимости коэффициента жесткости участков мембран существенно различаются и зависят от ее состояния.

Заключение. Предложенный подход может быть использован при проведении фундаментальных и клинических исследований свойств клеток крови в норме и при различных заболеваниях. Особенно эффективным метод регистрации нелинейных деформаций может быть в практике реаниматологии и реабилитологии. 

1. Хромова В.С., Мышкин А.Е. Коагуляция цинк-модифицированного гемоглобина. Журнал общей химии. 2002; 72 (10): 1645–1649.

2. Gudkova O.Ye., Bushueva A.V., Kozlov A.P., Chernysh A.M. Nanostructure and local rigidity of red blood cells (RBC) under influence of membrane modificators and ionizing radiation. Conf. Proc. CLINAM. 2013; 6: 172-173.

3. Moroz V.V., Chernysh A.M., Kozlova E.K., Borshegovskaya P.Y., Bliznjuk U.A., Rysaeva R.M., Gudkova O.Y. Comparison of red blood cell membrane microstructure after different physicochemical influences: atomic force microscope research. J. Crit. Care. 2010; 25 (3): 539.e1-539.e12. DOI: 10.1016/j.jcrc.2010.02.007. PMID: 20381299

4. Roduit C., van der Goot F.G., De Los Rios P., Yersin A., Steiner P., Dietler G., Catsicas S., Lafont F., Kasas S. Elastic membrane heterogeneity of living cells revealed by stiff nanoscale membrane domains. Biophys. J. 2008; 94 (4): 1521-1532. DOI: 10.1529/biophysj.107.112862. PMID: 17981897

5. Voïtchovsky K., Antoranz Contera S., Kamihira M., Watts A., Ryan J.F. Differential stiffness and lipid mobility in the leaflets of purple membranes. Biophys. J. 2006; 90 (6): 2075-2085. DOI: 10.1529/biophysj.105.072405. PMID: 16387758

6. Kuznetsova T.G., Starodubtseva M.N., Yegorenkov N.I., Chizhik S.A., Zhdanov R.I. Atomic force microscopy probing of cell elasticity. Micron. 2007; 38 (8): 824–833. DOI: 10.1016/j.micron.2007.06.011. PMID: 17709250

7. Rabinovich Y.I., Daosukho S., Byer K.J., El-Shall H.E., Khan S.R. Direct AFM measurements of adhesion forces between calcium oxalate monohydrate and kidney epithelial cells in the presence of Ca2+ and Mg2+ ions. J. Colloid. Interface Sci. 2008; 325 (2): 594-601. DOI: 10.1016/j.jcis.2008.06.024. PMID: 18619606

8. Bálint Z., Krizbai I.A., Wilhelm I., Farkas A.E., Párducz A., Szegletes Z., Váró G. Changes induced by hyperosmotic mannitol in cerebral endothelial cells: an atomic force microscopic study. Eur. Biophys. J. 2007; 36 (2): 113-120. DOI: 10.1007/s00249-006-0112-4. PMID: 17115151

9. Kasas S., Dietler G. Probing nanomechanical properties from biomolecules to living cells. Pflugers. Arch. 2008; 456 (1): 13-27. DOI: 10.1007/s00424-008-0448-y. PMID: 18213477

10. Zhao C.X., Shao H.B., Chu L.Y. Aquaporin structure-function relationships: water flow through plant living cells. Colloids Surf. B. Biointerfaces. 2008; 62 (2): 163-172. DOI: 10.1016/j.colsurfb.2007.10.015. PMID: 18063350

11. Volle C.B., Ferguson M.A., Aidala K.E., Spain E.M., Núñez M.E. Quantitative changes in the elasticity and adhesive properties of Escherichia coli ZK1056 prey cells during predation by bdellovibrio bacteriovorus. Langmuir. 2008; 24 (15): 8102-8110. DOI: 10.1021/la8009354. PMID: 18572929

12. Vadillo-Rodriguez V., Beveridge T.J., Dutcher J.R. Surface viscoelasticity of individual gram-negative bacterial cells measured using atomic force microscopy. J. Bacteriol. 2008; 190 (12): 4225-4232. DOI: 10.1128/JB.00132-08. PMID: 18408030

13. Azeloglu E.U., Costa K.D. Dynamic AFM elastography reveals phase dependent mechanical heterogeneity of beating cardiac myocytes. Conf. Proc. IEEE Eng. Med. Biol. Soc. 2009; 2009: 7180-7183. DOI: 10.1109/IEMBS.2009.5335316. PMID: 19965272

14. Franze K. Atomic force microscopy and its contribution to understanding the development of the nervous system. Curr. Opin. Genet. Dev. 2011; 21 (5): 530-537. DOI: 10.1016/j.gde.2011.07.001. PMID: 21840706

15. Lekka M., Fornal M., Pyka-Fos´ciak G., Lebed K., Wizner B., Grodzicki T., Styczeñ J. Erythrocyte stiffness probed using atomic force microscope. Biorheology. 2005; 42 (4): 307-317. PMID: 16227

16. Picas L., Milhiet P.E., Hernández-Borrell J. Atomic force microscopy: a versatile tool to probe the physical and chemical properties of supported membranes at the nanoscale. Chem. Phys. Lipids. 2012; 165 (8): 845-860. DOI: 10.1016/j.chemphyslip.2012.10.005. PMID: 23194897

17. Hekele O., Goesselsberger C.G., Gebeshuber I.C. Nanodiagnostics performed on human red blood cells with atomic force microscopy. Mater. Sci. Technol. 2008; 24 (9): 1162-1165. DOI: 10.1179/174328408X341834

18. Sirghi L., Ponti J., Broggi F., Rossi F. Probing elasticity and adhesion of live cells by atomic force microscopy indentation. Eur. Biophys. J. 2008; 37 (6): 935-945. DOI: 10.1007/s00249-008-0311-2. PMID: 18365186

19. Zhang C.Y., Zhang Y.W. Extracting elastic properties and prestress of a cell using atomic force microscopy. J. Mater. Res. 2015; 24 (3): 1167-1171. DOI: 10.1557/jmr.2009.0121

20. Bremmell K.E., Evans A., Prestidge C.A. Deformation and nano-rheology of red blood cells: an AFM investigation. Colloids Surf. B. Biointerfaces. 2006; 50 (1): 43-48. DOI: 10.1016/j.colsurfb.2006.03.002. PMID: 16701986

21. McPhee G., Dalby M.J., Riehle M., Yin H. Can common adhesion molecules and microtopography affect cellular elasticity? A combined atomic force microscopy and optical study. Med. Biol. Eng. Comput. 2010; 48 (10): 1043-1053. DOI: 10.1007/s11517-010-0657-3. PMID: 20623199

22. Fisseha D., Katiyar V.K. Analysis of mechanical behavior of red cell membrane in sickle cell disease. Appl. Mathematics. 2012; 2 (2): 40-46. DOI: 10.5923/j.am.20120202.08

23. Kim Y., Kim K., Park Y.K. Blood cell — an overview of studies in hematology. In: Moschandreou T.E. (ed.). Measurement techniques for red blood cell deformability: recent advances. Rijeka, Croatia; 2012: 167-195. DOI: 10.5772/50698

24. Buys A.V., Van Rooy M.J., Soma P., Van Papendorp D., Lipinski B., Pretorius E. Changes in red blood cell membrane structure in type 2 diabetes: a scanning electron and atomic force microscopy study. Сardiovasc. Diabetol. 2013; 12: 25. DOI: 10.1186/1475-2840-12-25. PMID: 23356738

25. Li M., Liu L., Xi N., Wang Y., Dong Z., Xiao X., Zhang W. Atomic force microscopy imaging and mechanical properties measurement of red blood cells and aggressive cancer cells. Sci. China Life Sci. 2012; 55 (11): 968-973. DOI: 10.1007/s11427-012-4399-3. PMID: 23160828

26. Yu M., Wang J., Wang H., Dong S. Calculation of the intracellular elastic modulus based on an atomic force microscope micro-cutting system. Chin. Sci. Bull. 2012; 57 (15): 1868-1872. DOI: 10.1007/s11434-012-5053-y

27. Kasas S., Wang X., Hirling H., Marsault R., Huni B., Yersin A., Regazzi R., Grenningloh G., Riederer B., Forrò L., Dietler G., Catsicas S. Superficial and deep changes of cellular mechanical properties following cytoskeleton disassembly. Cell. Motil. Cytoskeleton. 2005; 62 (2): 124-132. DOI: 10.1002/cm.20086. PMID: 16145686

28. Sen S., Subramanian S., Discher D.E. Indentation and adhesive probing of a cell membrane with AFM: theoretical model and experiments. Biophys. J. 2005; 89 (5): 3203–3213. DOI: 10.1529/biophysj.105.063826. PMID: 16113121