Нелинейные локальные деформации мембран эритроцитов: действие токсинов и фармпрепаратов (Часть 2)

Модификаторы мембран порождают локальные дефекты на поверхности клеток. Измерение жесткости в зонах локальных дефектов может дать дополнительную информацию о структуре дефектов и механических свойствах мембран в целом.

Цель работы: пошаговое исследование процесса нелинейной деформации мембран эритроцитов при действии на них модификаторов различной физико-химической природы.

Материалы и методы. Методом атомно-силовой спектроскопии провели исследование деформации мембран внутрь клетки вязко-упругой композитной конструкции эритроцита. Исследовали нелинейные деформации при действии гемина, ионов Zn2+, фармпрепарата верапамила.

Результаты. Показали процесс упруго-эластичной деформации мембраны по мере индентации зонда в областях локальных дефектов, вызванных модификаторами. На один и тот же шаг смещения z пьезосканера зонд погружался на разные дискретные величины h, которые являются функциями структуры мембраны. В областях доменов при действии гемина возникали зоны натяжения и зоны пластичности. Привели математическая модель индентации зонда в области дефектов мембран.

Заключение. Обсудили молекулярные механизмы различных видов нелинейных деформаций, возникающих при действии токсинов. Результаты работы могут представлять интерес как для фундаментальных исследований свойств клеток крови, так и для практической реаниматологии и реабилитологии.

1. Хромова В.С., Мышкин А.Е. Коагуляция цинк-модифицированного гемоглобина. Журнал общей химии. 2002; 72 (10): 1645–1649.

2. Gudkova O.Ye., Bushueva A.V., Kozlov A.P., Chernysh A.M. Nanostructure and local rigidity of red blood cells (RBC) under influence of membrane modificators and ionizing radiation. Conf. Proc. CLINAM. 2013; 6: 172-173.

3. Moroz V.V., Chernysh A.M., Kozlova E.K., Borshegovskaya P.Y., Bliznjuk U.A., Rysaeva R.M., Gudkova O.Y. Comparison of red blood cell membrane microstructure after different physicochemical influences: atomic force microscope research. J. Crit. Care. 2010; 25 (3): 539.e1-539.e12. DOI: 10.1016/j.jcrc.2010.02.007. PMID: 20381299

4. Перепелица С.А., Сергунова В.А., Гудкова О.Е.Влияние перинатальной гипоксии на морфологию эритроцитов у новорожденных. Общая реаниматология. 2017; 13 (2): 14-23. DOI: 10.15360/1813-9779-2017-2-14-23

5. Мороз В.В., Новодержкина И.С., Афанасьев А.В., Заржецкий Ю.В., Рыжков И.А., Козлова Е.К., Черныш А.М. Влияние перфторана на наноструктуру мембран дискоцита и стоматоцита после острой кровопотери. Общая реаниматология. 2017; 13 (2): 32-39. DOI: 10.15360/1813-9779-2017-2-32-39

6. Kozlova E., Chernysh A., Moroz V., Sergunova V., Gudkova O., Kuzovlev A. Nanodefects of membranes cause destruction of packed red blood cells during long-term storage. Exp. Cell. Res. 2015; 337 (2): 192-201. DOI: 10.1016/j.yexcr.2015.07.009. PMID: 26169694

7. Черныш А.М., Козлова Е.К., Мороз В.В., Сергунова В.А., Гудкова О.Е., Козлов А.П., Манченко Е.А. Нелинейные локальные деформации мембран эритроцитов: нормальные эритроциты (часть 1). Общая реаниматология. 2017; 13 (5): 58-68. DOI: 10.15360/1813-9779-2017-5-58-68

8. Roduit C., van der Goot F.G., De Los Rios P., Yersin A., Steiner P., Dietler G., Catsicas S., Lafont F., Kasas S. Elastic membrane heterogeneity of living cells revealed by stiff nanoscale membrane domains. Biophys. J. 2008; 94 (4): 1521-1532. DOI: 10.1529/biophysj.107.112862. PMID: 17981897

9. Voïtchovsky K., Antoranz Contera S., Kamihira M., Watts A., Ryan J.F. Differential stiffness and lipid mobility in the leaflets of purple membranes. Biophys. J. 2006; 90 (6): 2075-2085. DOI: 10.1529/biophysj.105.072405. PMID: 16387758

10. Buys A.V., Van Rooy M.J., Soma P., Van Papendorp D., Lipinski B., Pretorius E. Changes in red blood cell membrane structure in type 2 diabetes: a scanning electron and atomic force microscopy study. Сardiovasc. Diabetol. 2013; 12: 25. DOI: 10.1186/1475-2840-12-25. PMID: 23356738

11. Kuznetsova T.G., Starodubtseva M.N., Yegorenkov N. I., Chizhik S.A., Zhdanov R.I. Atomic force microscopy probing of cell elasticity. Micron. 2007; 38 (8): 824–833. DOI: 10.1016/j.micron.2007.06.011. PMID: 17709250

12. Li M., Liu L., Xi N., Wang Y., Dong Z., Xiao X., Zhang W. Atomic force microscopy imaging and mechanical properties measurement of red blood cells and aggressive cancer cells. Sci. China Life Sci. 2012; 55 (11): 968- 973. DOI: 10.1007/s11427-012-4399-3. PMID: 23160828

13. Yu M., Wang J., Wang H., Dong S. Calculation of the intracellular elastic modulus based on an atomic force microscope micro-cutting system. Chin. Sci. Bull. 2012; 57 (15): 1868-1872. DOI: 10.1007/s11434-012-5053-y

14. Sirghi L., Ponti J., Broggi F., Rossi F. Probing elasticity and adhesion of live cells by atomic force microscopy indentation. Eur. Biophys. J. 2008; 37 (6): 935-945. DOI: 10.1007/s00249-008-0311-2. PMID: 18365186

15. Lekka M., Fornal M., Pyka-Fos´ciak G., Lebed K., Wizner B., Grodzicki T., Styczen´ J. Erythrocyte stiffness probed using atomic force microscope. Biorheology. 2005; 42 (4): 307-317. PMID: 16227658

16. Сергунова В.А., Козлова Е.К., Мягкова Е.А., Черныш А.М. Измерение упругоэластичных свойств мембраны нативных эритроцитов in vitro. Общая реаниматология. 2015; 11 (3): 39-44. DOI: 10.15360/1813- 9779-2015-3-39-44

17. Shi X., Zhang X., Xia T., Fang X. Living cell study at the single-molecule and single-cell levels by atomic force microscopy. Nanomedicine (Lond.). 2012; 7 (10): 1625- 1637. DOI: 10.2217/nnm.12.130. PMID: 23148543

18. Bremmell K.E., Evans A., Prestidge C.A. Deformation and nano-rheology of red blood cells: an AFM investigation. Colloids Surf. B. Biointerfaces. 2006; 50 (1): 43-48. DOI: 10.1016/j.colsurfb.2006.03.002. PMID: 16701986

19. Fisseha D., Katiyar V.K. Analysis of mechanical behavior of red cell membrane in sickle cell disease. Appl. Mathematics. 2012; 2 (2): 40-46. DOI: 10.5923/j.am.20120202.08

20. Sen S., Subramanian S., Discher D.E. Indentation and adhesive probing of a cell membrane with AFM: theoretical model and experiments. Biophys. J. 2005; 89 (5): 3203–3213. DOI: 10.1529/biophysj.105.063826. PMID: 16113121

21. Dupres V., Verbelen C., Dufrêne Y.F. Probing molecular recognition sites on biosurfaces using AFM. Biomaterials. 2007; 28 (15): 2393-2402. DOI: 10.1016/j.biomaterials.2006.11.011. PMID: 17126394

22. Liu S.C., Zhai S., Lawler J., Palek J. Hemin-mediated dissociation of erythrocyte membrane skeletal proteins. J. Biol. Chem. 1985; 260 (22): 12234-12239. PMID: 4044594

23. Vadillo-Rodriguez V., Beveridge T.J., Dutcher J.R. Surface viscoelasticity of individual gram-negative bacterial cells measured using atomic force microscopy. J. Bacteriol. 2008; 190 (12): 4225-4232. DOI: 10.1128/JB.00132- 08. PMID: 18408030

24. Kozlova E.K., Chernysh A.M., Moroz V.V., Kuzovlev A.N. Analysis of nanostructure of red blood cells membranes by space Fourier transform of AFM images. Micron. 2013; 44: 218-227. DOI: 10.1016/j.micron.2012.06.012. PMID: 22854216

25. Kozlova E., Chernysh A., Moroz V., Gudkova O., Sergunova V., Kuzovlev A. Transformation of membrane nanosurface of red blood cells under hemin action. Sci. Rep. 2014; 4: 6033. DOI: 10.1038/srep06033. PMID: 25112597

26. Черныш А.М., Козлова Е.К., Мороз В.В, Сергунова В.А., Гудкова О.Е., Федорова М.С. Обратимые цинкиндуцируемые повреждения наноструктуры мембран красных клеток крови. Бюл. эксперим. биологии и медицины. 2012; 154 (7): 95-99. PMID: 23330097

27. Kozlova E., Chernysh A., Moroz V., Sergunova V., Gudkova O., Fedorova M., Kuzovlev A. Opposite effects of electroporation of red blood cell membranes under the influence of zinc ions. Acta Bioeng. Biomech. 2012; 14 (1): 3-13. PMID: 22741531

28. Hekele O., Goesselsberger C.G., Gebeshuber I.C. Nanodiagnostics performed on human red blood cells with atomic force microscopy. Mater. Sci. Technol. 2008; 24 (9): 1162-1165. DOI: 10.1179/174328408X341834

29. Hartmann D. A multiscale model for red blood cell mechanics. Biomech. Model. Mechanobiol. 2010; 9 (1): 1-17. DOI: 10.1007/s10237-009-0154- 5. PMID: 19440743

30. Fedosov D.A., Lei H., Caswell B., Suresh S., Karniadakis G.E. Multiscale modeling of red blood cell mechanics and blood flow in malaria. PLoS Comput. Biol. 2011. 7 (12): e1002270. DOI: 10.1371/journal.pcbi.1002270. PMID: 22144878

31. Mirijanian D.T., Voth G.A. Unique elastic properties of the spectrin tetramer as revealed by multiscale coarse-grained modeling. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008; 105 (4): 1204-1208. DOI: 10.1073/pnas.0707500105. PMID: 18202182

32. Shaklai N., Avissar N., Rabizadeh E., Shaklai M. Disintegration of red cell membrane cytoskeleton by hemin. Biochem. Int. 1986; 13 (3): 467-477. PMID: 3790141

33. Nakamura M., Bessho S., Wada S. Spring-network-based model of a red blood cell for simulating mesoscopic blood flow. Int. J. Numer. Method Biomed. Eng. 2013; 29 (1): 114-128. DOI: 10.1002/cnm.2501. PMID: 23293072

34. Parshina E.Yu., Sarycheva A.S., Yusipovich A.I., Brazhe N.A., Goodilin E.A., Maksimov G.V. Combined Raman and atomic force microscopy study of hemoglobin distribution inside erythrocytes and nanoparticle localization on the erythrocyte surface. Laser Physics Letters. 2013; 10 (7): 1-6. DOI: 10.1088/1612-2011/10/7/075607

35. Kim Y., Kim K., Park Y.K. Blood cell - an overview of studies in hematology. In: Moschandreou T.E. (ed.). Measurement techniques for red blood cell deformability: recent advances. Rijeka, Croatia; 2012: 167-195. DOI: 10.5772/50698

36. Gov N., Cluitmans J., Sens P., Bosman G.J.C.G.M. Chapter 4. Cytoskeletal control of red blood cell shape: theory and practice of vesicle formation. In: Advances in planar lipid bilayers and liposomes. v.10: 95-119. DOI: 10.1016/S1554-4516(09)10004-2

37. Hosseini S.M., Feng J.J. How malaria parasites reduce the deformability of infected red blood cells. Biophys. J. 2012; 103 (1): 1-10. DOI: 10.1016/j.bpj.2012.05.026. PMID: 22828326