Preview

Общая реаниматология

Расширенный поиск

Лазер-индуцированная флуоресцентная спектроскопия в диагностике тканевой гипоксии (обзор)

https://doi.org/10.15360/1813-9779-2019-6-50-61

Полный текст:

Аннотация

Цель обзора — анализ опыта диагностики тканевой гипоксии методом лазер-индуцированной спектроскопии, а также выявление перспективных направлений и потенциальных возможностей данного метода для дальнейшего его применения в экспериментальной и клинической медицине.

В обзоре представили данные исследований интенсивности флуоресценции эндогенных молекул-флуорофоров (никотинадениндинуклеотида восстановленного, флавинадениндинуклеотида окисленного) как маркеров ишемического повреждения внутренних органов (мозга, сердца, печени, почек и др.). Рассмотрели принципы метода флуоресцентной лазер-индуцированной спектроскопии in vivo. Уделили внимание историческим аспектам темы. Показали результаты применения метода в экспериментальных и клинических исследованиях тканевой гипоксии и ишемии. Выявили трудности в интерпретации значений интенсивности аутофлуоресцентного сигнала исследуемых молекул. Отметили, что неизвестным остается период сохранения способности ткани к аутофлуоресценции в условиях длительной аноксии, отсутствуют систематизированные представления о влиянии экзогенных и эндогенных факторов на интенсивность аутофлуоресценции.

Сделали вывод, что применение метода лазер-индуцированной флуоресцентной спектроскопии с целью диагностики тканевой ишемии является перспективным направлением в экспериментальной и клинической медицине, не исчерпавшим себя, и оставляющим ряд нерешенных вопросов, несмотря на большое количество исследований в данной области.

Об авторе

А. С. Бабкина
НИИ общей реаниматологии им. В. А. Неговского ФНКЦ РР; Российский университет дружбы народов
Россия

107031, г. Москва, ул. Петровка, д. 25, стр. 2;
117198, г. Москва, ул. Миклухо-Маклая, д. 6



Список литературы

1. Абрамова Е.А., Военнов О.В., Бояринов Г.А., Трофимов А.О. Церебральная циркуляция и метаболизм у пострадавших с черепномозговой травмой. Общая реаниматология. 2018; 14 (1): 4–11. DOI: 10.15360/1813-9779-2018-1-4-11

2. Рыжков И.А., Заржецкий Ю.В., Новодержкина И.С. Сравнительные аспекты регуляции кожной и мозговой микроциркуляции при острой кровопотере. Общая реаниматология. 2017; 13 (6): 18–27. DOI: 10.15360/1813-9779-2017-6-18-27

3. Бабкина А.С., Голубев А.М., Сундуков Д.В., Баширова А.Р., Голубев М.А. Клозапин: механизмы токсичности и побочных эффектов. Общая реаниматология. 2018; 14 (2): 35–45. DOI: 10.15360/1813-9779-2018-2-35-45

4. Рогаткин Д.А. Физические основы лазерной клинической флюоресцентной спектроскопии in vivo. Медицинская физика 2014; 4 (64): 78–96.

5. Векшин Н.Л. Флуоресцентная спектроскопия полимеров. Пущино: Фотон-век; 2008. ISBN: 978-5-903789-07-8

6. Monici M. Cell and tissue autofluorescence research and diagnostic applications. Biotechnol. Annu. Rev. 2005; 11: 227–256. PMID: 16216779 DOI: 10.1016/S1387-2656 (05)11007-2

7. Лукина М.М., Ширманова М.В., Сергеева Т.Ф., Загайнова Е.В. Метаболический имиджинг в исследовании онкологических процессов (обзор). Современные технологии в медицине 2016; 8 (4): 113–128. DOI: 10.17691/stm2016.8.4.16

8. Danylovych H.V. Evaluation of functioning of mitochondrial electron transport chain with NADH and FAD autofluorescence. Ukr. Biochem. J. 2016; 88 (1): 31–43. PMID: 29227076 DOI: 10.15407/ubj88.01.031

9. Сясин Н.И., Борисова О.Н. Аутофлуоресценция, клеточное дыхание и современные возможности его неинвазивного исследования (обзор литературы). Вестник новых медицинских технологий. Электронный журнал 2014; 1. DOI 10.12737/3438

10. Bartolomé F., Abramov A.Y. Measurement of mitochondrial NADH and FAD autofluorescence in live cells. Methods. Mol. Biol. 2015; 1264: 263–720. PMID: 25631020 DOI: 10.1007/978-1-4939-2257-4_23

11. Blacker T.S., Duchen M.R. Investigating mitochondrial redox state using NADH and NADPH autofluorescence. Free Radic. Biol. Med. 2016; 100: 53–65. PMID: 27519271 DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2016.08.010

12. Danylovych H.V. Evaluation of functioning of mitochondrial electron transport chain with NADH and FAD autofluorescence. Ukr. Biochem. J. 2016; 88 (1): 31–43. PMID: 29227076 DOI: 10.15407/ubj88.01.031

13. Croce A.C., Bottiroli G. Autofluorescence Spectroscopy for Monitoring Metabolism in Animal Cells and Tissues. Methods Mol. Biol. 2017; 1560: 15–43. PMID: 28155143 DOI: 10.1007/978-1-4939-6788-9_2

14. Kolenc O.I., Quinn K.P. Evaluating Cell Metabolism Through Autofluorescence Imaging of NAD (P)H and FAD. Antioxid. Redox Signal. 2019; 30 (6): 875-889. PMID: 29268621 DOI: 10.1089/ars.2017.7451

15. Plettenberg H.K., Hoffmann M. Applications of autofluorescence for characterisation of biological systems (biomonitoring). Biomed. Tech. (Berl). 2002; 47 (2): 596–597. PMID: 12465247 DOI: 10.1515/bmte.2002.47.s1b.596

16. Chacko J.V., Eliceiri K.W. Autofluorescence lifetime imaging of cellular metabolism: Sensitivity toward cell density, pH, intracellular, and intercellular heterogeneity. Cytometry A. 2019; 95 (1): 56–69. PMID: 30296355 DOI: 10.1002/cyto.a.23603

17. Schaefer P.M., Kalinina S., Rueck A., von Arnim C.A.F., von Einem B. NADH Autofluorescence-A Marker on its Way to Boost Bioenergetic Research. Cytometry A. 2019; 95 (1): 34–46. PMID: 30211978 DOI: 10.1002/cyto.a.23597

18. Raghushaker C.R., Chandra S., Chakrabarty S., Kabekkodu S.P., Satyamoorthy K., Mahato K.K. Detection of mitochondrial dysfunction in vitro by laser-induced autofluorescence. J. Biophotonics. 2019; 28: e201900056. PMID: 31251452 DOI: 10.1002/jbio.201900056

19. Mayevsky A., Barbiro-Michaely E. Shedding light on mitochondrial function by real time monitoring of NADH fluorescence: I. Basic methodology and animal studies. J. Clin. Monit. Comput. 2013; 27 (1): 1–34. PMID: 23203204 DOI: 10.1007/s10877-012-9414-5

20. Mayevsky A., Rogatsky G.G.. Mitochondrial function in vivo evaluated by NADH fluorescence: from animal models to human studies. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2007; 292 (2): 615–640. PMID: 16943239 DOI: 10.1152/ajpcell.00249.2006

21. Heikal A.A. Intracellular coenzymes as natural biomarkers for metabolic activities and mitochondrial anomalies. Biomark. Med. 2010; 4 (2): 241–263. DOI: 10.2217/bmm.10.1

22. Shehada R.E., Marmarelis V.Z., Mansour H.N, Grundfest W.S. Laser induced fluorescence attenuation spectroscopy: detection of hypoxia. IEEE Trans. Biomed. Eng. 2000; 47 (3): 301–312. PMID: 10743771 DOI: 10.1109/10.827290

23. Lu H.H., Wu Y.M., Chang W.T., Luo T., Yang Y.C., Cho H.D., Liau I. Molecular imaging of ischemia and reperfusion in vivo with mitochondrial autofluorescence. Anal. Chem. 2014; 86 (10): 5024–5031. PMID: 24720791 DOI: 10.1021/ac5006469

24. Hosseini L., Vafaee M.S., Mahmoudi J., Badalzadeh R. Nicotinamide adenine dinucleotide emerges as a therapeutic target in aging and ischemic conditions. Biogerontology. 2019; 20 (4): 381–395. PMID: 30838484 DOI: 10.1007/s10522-019-09805-6

25. Aboumarzouk O., Valentine R., Buist R., Ahmad S., Nabi G., Eljamel S., Moseley H., Kata S.G. Laser-induced autofluorescence spectroscopy: can it be of importance indetection of bladder lesions? Photodiagnosis. Photodyn. Ther. 2015; 12 (1): 76–83. PMID: 25560417 DOI: 10.1016/j.pdpdt.2014.12.003

26. Iga N., Oto T., Okada M., Harada M., Nishikawa H., Miyoshi K., Otani S., Sugimoto S., Yamane M., Toyooka S., Miyoshi S. Detection of airway ischaemic damage after lung transplantation by using autofluorescence imaging bronchoscopy. Eur. J. Cardiothorac. Surg. 2014; 45 (3): 509–513. PMID: 23999558 DOI: 10.1093/ejcts/ezt437

27. Kretschmer S., Pieper M., Hüttmann G., Bölke T., Wollenberg B., Marsh L.M., Garn H., König P. Autofluorescence multiphoton microscopy for visualization of tissue morphology and cellular dynamics in murine and human airways. Lab. Invest. 2016; 96 (8): 918–931. PMID: 27400364 PMCID: PMC4972900 DOI: 10.1038/labinvest.2016.69

28. Chacko J.V., Eliceiri K.W. Autofluorescence lifetime imaging of cellular metabolism: Sensitivity toward cell density, pH, intracellular, and intercellular heterogeneity. Cytometry A. 2019; 95 (1): 56–69. PMID: 30296355 DOI: 10.1002/cyto.a.23603

29. Alam S.R., Wallrabe H., Svindrych Z., Chaudhary A.K., Christopher K.G., Chandra D., Periasamy A. Investigation of Mitochondrial Metabolic Response to Doxorubicin in Prostate Cancer Cells: An NADH, FAD and Tryptophan FLIM Assay. Sci. Rep. 2017; 7 (1): 10451. PMID: 28874842 DOI: 10.1038/s41598-017-10856-3

30. Li B.H., Xie S.S. Autofluorescence excitation-emission matrices for diagnosis of colonic cancer. World J. Gastroenterol. 2005; 11 (25): 3931–3934. PMID: 15991296 DOI: 10.3748/wjg.v11.i25.3931

31. Салмин В.В., Салмина А.Б., Фурсов А.А., Фролова О.В., Лалетин Д.И., Фурсов М.А., Юдин Г.В., Малиновская Н.А., Зыкова Л.Д., Проворова А.С.. Использование флуоресцентной спектроскопии для оценки ишемического повреждения миокарда. Journal of Siberian Federal University 2011; 2 (4): 142–157

32. Fitzgerald J.T., Michalopoulou A., Pivetti C.D., Raman R.N., Troppmann C., Demos S.G. Real-time assessment of in vivo renal ischemia using laser autofluorescence imaging. J. Biomed. Opt. 2005; 10 (4): 44018. PMID: 16178651 DOI: 10.1117/1.1993327

33. Tirapelli L.F., Bagnato V.S., Tirapelli D.P., Kurachi C., Barione D.F., Tucci S. Jr., Suaid H.J., Cologna A.J, Martins A.C. Renal ischemia in rats: mitochondria function and laser autofluorescence. Transplant. Proc. 2008; 40 (5): 1679–1684. PMID: 18589172 DOI: 10.1016/j.transproceed.2008.02.081

34. Tirapelli L.F., Trazzi B.F., Bagnato V.S., Tirapelli D.P, Kurachi C., da Costa M.M., Tucci S. Jr., Cologna A.J., Martins A.C. Histopathology and laser autofluorescence of ischemic kidneys of rats. Lasers Med. Sci. 2009; 24 (3): 397–404. PMID: 18581159 DOI: 10.1007/s10103-008-0578-74

35. Raman R.N., Pivetti C.D., Ramsamooj R., Troppmann C., Demos S.G. Predictive assessment of kidney functional recovery following ischemic injury using optical spectroscopy. J. Biomed. Opt. 2017; 22 (5): 56001. PMID: 28467536 DOI: 10.1117/1.JBO.22.5.056001

36. Croce A.C., Ferrigno A., Bottiroli G., Vairetti M. Autofluorescencebased optical biopsy: An effective diagnostic tool in hepatology. Liver Int. 2018; 38 (7): 1160–1174. PMID: 29624848 DOI: 10.1111/liv.13753

37. Nazeer S.S., Saraswathy A., Shenoy S.J., Jayasree R.S. Fluorescence spectroscopy as an efficient tool for staging the degree of liver fibrosis: an in vivo comparison with MRI. Sci. Rep. 2018; 8 (1): 10967. PMID: 30030510 DOI: 10.1038/s41598-018-29370-1

38. La Cour M.F., Mehrvar S., Kim J., Martin A., Zimmerman M.A., Hong J.C., Ranji M. Optical imaging for the assessment of hepatocyte metabolic state in ischemia and reperfusion injuries. Biomed. Opt. Express. 2017; 8 (10): 4419–4426. PMID: 29082074 DOI: 10.1364/BOE.8.004419

39. Croce A.C., Ferrigno A., Santin G., Piccolini V.M., Bottiroli G., Vairetti M. Autofluorescence of liver tissue and bile: organ functionality monitoring during ischemia and reoxygenation. Lasers Surg. Med. 2014; 46 (5): 412–421. PMID: 24619664 DOI: 10.1002/lsm.22241

40. Арутюнян А.В., Черданцев Д.В., Салмин В.В., Скомороха Д.П., Салмина А.Б. Интраоперационная лазер-индуцированная флуоресцентная спектроскопия при экспериментальном панкреатите. Сибирское медицинское обозрение 2012; 77 (5): 20–24.

41. Smelt M.J., Faas M.M., de Haan B.J., de Vos P. Pancreatic beta-cell purification by altering FAD and NAD (P)H metabolism. Exp. Diabetes Res. 2008; 2008: 165360. PMID: 18670618 DOI: 10.1155/2008/165360

42. Шинкин М.В., Звенигородская Л.А., Мкртумян А.М. Лазерная допплеровская флоуметрия и флуоресцентная спектроскопия как методы оценки доклинических проявлений синдрома диабетической стопы. Эффективная фармакотерапия 2018; 18: 6–12.

43. Staniszewski K., Audi S.H., Sepehr R., Jacobs E.R., Ranji M. Surface fluorescence studies of tissue mitochondrial redox state in isolated perfused rat lungs. Ann Biomed Eng. 2013 Apr; 41 (4): 827–836. PMID: 23238793 PMCID: PMC3606690 DOI: 10.1007/s10439-012-0716-z

44. Kosterin P., Kim G.H., Muschol M., Obaid A.L., Salzberg B.M. Changes in FAD and NADH fluorescence in neurosecretory terminals are triggered by calcium entry and by ADP production. J. Membr. Biol. 2005; 208 (2): 113–124. PMID: 16645741 DOI: 10.1007/s00232-005-0824-x

45. Reinert K.C., Dunbar R.L., Gao W., Chen G., Ebner T.J. Flavoprotein autofluorescence imaging of neuronal activation in the cerebellar cortex in vivo. J. Neurophysiol. 2004; 92 (1): 199–211. PMID: 14985415 DOI: 10.1152/jn.01275.2003

46. Mayevsky A. Brain NADH redox state monitored in vivo by fiber optic surface fluorometry. Brain Res. 1984; 319 (1): 49–68. PMID: 6370376 DOI: 10.1016/0165-0173 (84)90029-8

47. Салмина А.Б., Салмин В.В., Фролова О.В., Лалетин Д.И., Фурсов М.А., Скомороха Д.П., Фурсов А.А., Кондрашов М.А., Медведева Н.Н., Малиновская Н.А., Манторова Н.С. Лазер-индуцированная аутофлуоресценция для оценки метаболизма и гемодинамики головного мозга. Клиническая неврология 2011; 5 (3): 32–38.

48. Yaseen M.A., Srinivasan V.J., Gorczynska I., Fujimoto J.G., Boas D.A., Sakadžić S. Multimodal optical imaging system for in vivo investigation of cerebral oxygen delivery and energy metabolism. Biomed Opt. Express. 2015; 6 (12): 4994–5007. PMID: 26713212 DOI: 10.1364/BOE.6.004994

49. Ivanov A., Zilberter Y. Critical state of energy metabolism in brain slices: the principal role of oxygen delivery and energy substrates in shaping neuronal activity. Front Neuroenergetics. 2011; 3: 9. PMID: 22232599 DOI: 10.3389/fnene.2011.00009

50. Yaseen M.A., Sakadžić S., Wu W., Becker W., Kasischke K.A., Boas D.A. In vivo imaging of cerebral energy metabolism with two-photon fluorescence lifetime microscopy of NADH. Biomed Opt. Express. 2013; 4 (2): 307–321. PMID: 23412419 DOI: 10.1364/BOE.4.000307

51. Ten V., Galkin A. Mechanism of mitochondrial complex I damage in brain ischemia/reperfusion injury. A hypothesis. Mol. Cell Neurosci. 2019; 100: 103408. PMID: 31494262 DOI: 10.1016/j.mcn.2019.103408

52. Sahni P.V., Zhang J., Sosunov S., Galkin A., Niatsetskaya Z., Starkov A., Brookes P.S., Ten V.S. Krebs cycle metabolites and preferential succinate oxidation following neonatal hypoxic-ischemic brain injury in mice. Pediatr. Res. 2018; 83 (2): 491–497. PMID: 29211056 DOI: 10.1038/pr.2017.277

53. Stuntz E., Gong Y., Sood D., Liaudanskaya V., Pouli D., Quinn K.P., Alonzo C., Liu Z., Kaplan D.L., Georgakoudi I. Endogenous Two-Photon Excited Fluorescence Imaging Characterizes Neuron and Astrocyte Metabolic Responses to Manganese. Toxicity. Sci. Rep. 2017; 7 (1): 1041. PMID: 28432298 DOI: 10.1038/s41598-017-01015-9

54. Yanagawa Y., Osanai H., Tateno T. Transcranial flavoprotein-autofluorescence imaging of sound-evoked responses in the mouse auditory cortex under three types of anesthesia. Neurosci. Lett. 2016; 633: 189–195. PMID: 27641319 DOI: 10.1016/j.neulet.2016.09.021

55. Yaseen M.A., Sutin J., Wu W., Fu B., Uhlirova H., Devor A., Boas D.A., Sakadžić S. Fluorescence lifetime microscopy of NADH distinguishes alterations in cerebral metabolism in vivo. Biomed. Opt. Express. 2017; 8 (5): 2368–2385. PMID: 28663879 DOI: 10.1364/BOE.8.002368

56. Kahraman S., Fiskum G. Anoxia-induced changes in pyridine nucleotide redox state in cortical neurons and astrocytes. Neurochem. Res. 2007; 32 (4–5): 799–806. PMID: 17191134 DOI: 10.1007/s11064-006-9206-8

57. Polesskaya O., Sun A., Salahura G., Silva J.N., Dewhurst S., Kasischke K. Detection of microregional hypoxia in mouse cerebral cortex by two-photon imaging of endogenous NADH fluorescence. J. Vis. Exp. 2012; (60). pii: 3466. DOI: 10.3791/3466

58. Shi L., Lu L., Harvey G., Harvey T., Rodríguez-Contreras A., Alfano R.R. Label-free fluorescence spectroscopy for detecting key biomolecules in brain tissue from a mouse model of Alzheimer's disease. Sci. Rep. 2017; 7 (1): 2599. DOI: 10.1038/s41598-017-02673-5

59. Pascu A., Romanitan M.O., Delgado J.M., Danaila L., Pascu M.L. Laser-induced autofluorescence measurements on brain tissues. Anat. Rec. (Hoboken). 2009; 292 (12): 2013–2022. PMID: 19943354 DOI: 10.1002/ar.21034

60. Zhu M., Chang W., Jing L., Fan Y., Liang P., Zhang X., Wang G., Liao H. Dual-modality optical diagnosis for precise in vivo identification of tumors in neurosurgery. Theranostics. 2019; 9 (10): 2827–2842. PMID: 31244926 DOI: 10.7150/thno.33823

61. Ibrahim B.A., Wang H., Lesicko A.M.H., Bucci B., Paul K., Llano D.A. Effect of temperature on FAD and NADH-derived signals and neurometabolic coupling in the mouse auditory and motor cortex. Pflugers. Arch. 2017 Dec.; 469 (12): 1631–1649. PMID: 28785802 DOI: 10.1007/s00424-017-2037-4

62. Reinert K.C., Gao W., Chen G., Ebner T.J. Flavoprotein autofluorescence imaging in the cerebellar cortex in vivo. J. Neurosci Res. 2007; 85 (15): 3221–3232. PMID: 17520745 DOI: 10.1002/jnr.21348

63. Huang Q., Sun M., Li M., Zhang D., Han F., Wu J.C., Fukunaga K., Chen Z., Qin Z.H. Combination of NAD+ and NADPH Offers Greater Neuroprotection in Ischemic Stroke Models by Relieving Metabolic Stress. Mol. Neurobiol. 2018; 55 (7): 6063–6075. PMID: 29164394 DOI: 10.1007/s12035-017-0809-7

64. Papayan G., Petrishchev N., Galagudza M.. Autofluorescence spectroscopy for NADH and flavoproteins redox state monitoring in the isolated rat heart subjected to ischemia-reperfusion. Photodiagnosis Photodyn. Ther. 2014; 11 (3): 400–408. PMID: 24854770 DOI: 10.1016/j.pdpdt.2014.05.003

65. Lagarto J.L, Dyer B.T, Peters N.S., French P.M.W, Dunsby C., Lyon A.R. In vivo label-free optical monitoring of structural and metabolic remodeling of myocardium following infarction. Biomed. Opt. Express. 2019; 10 (7): 3506–3521. DOI: 10.1364/BOE.10.003506

66. Lagarto J.L., Dyer B.T., Talbot C.B., Peters N.S., French P.M.W., Lyon A.R., Dunsby C. Characterization of NAD (P)H and FAD autofluorescence signatures in a Langendorff isolated-perfused rat heart model. Biomed Opt. Express. 2018; 9 (10): 4961–4978. DOI: 10.1364/BOE.9.004961

67. Lagarto J., Dyer B.T., Talbot C., Sikkel M.B., Peters N.S., French P.M., Lyon A.R., Dunsby C. Application of time-resolved autofluorescence to label-free in vivo optical mapping of changes in tissue matrix and metabolism associated with myocardial infarction and heart failure. Biomed. Opt. Express. 2015; 6 (2): 324–346. PMID: 25780727 DOI: 10.1364/BOE.6.000324

68. Yamani M.H., van de Poll S.W., Ratliff N.B., Kuban B.E., Starling R.C., McCarthy P.M., Young J.B. Fluorescence spectroscopy of endomyocardial tissue post-human heart transplantation: does it correlate with histopathology? J. Heart Lung Transplant. 2000; 19 (11): 1077–1080. DOI: 10.1016/s1053-2498 (00)00161-3

69. Horvath K.A., Schomacker K.T., Lee C.C., Cohn L.H. Intraoperative myocardial ischemia detection with laser-induced fluorescence. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1994; 107 (1): 220–225. PMID: 8283889

70. Aldakkak M., Stowe D.F., Lesnefsky E.J., Heisner J.S., Chen Q., Camara A.K. Modulation of mitochondrial bioenergetics in the isolated Guinea pig beating heart by potassium and lidocaine cardioplegia: implications for cardioprotection. J. Cardiovasc. Pharmacol. 2009; 54 (4): 298–309. DOI: 10.1097/FJC.0b013e3181b2b842

71. Ranji M., Motlagh M.M., Salehpour F., Sepehr R., Heisner J.S., Dash R.K., Camara A.K. Optical Cryoimaging Reveals a Heterogeneous Distribution of Mitochondrial Redox State in ex vivo Guinea Pig Hearts and Its Alteration During Ischemia and Reperfusion. IEEE J. Transl. Eng. Health Med. 2016; 4: 1800210. PMID: 27574574 DOI: 10.1109/JTEHM.2016.2570219

72. Wengrowski A.M., Kuzmiak-Glancy S., Jaimes R., Kay M.W. NADH changes during hypoxia, ischemia, and increased work differ between isolated heart preparations. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2014; 306 (4): H529–537. PMID: 24337462 DOI: 10.1152/ajpheart.00696.2013

73. Taylor D., Bhandari S., Seymour A.M. Mitochondrial dysfunction in uremic cardiomyopathy. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 2015; 308 (6): F579–587. DOI: 10.1152/ajprenal.00442.2014

74. La Cour M.F., Mehrvar S., Heisner J.S, Motlagh M.M., Medhora M., Ranji M., Camara AKS. Optical metabolic imaging of irradiated rat heart exposed to ischemia-reperfusion injury. J. Biomed. Opt. 2018; 23 (1): 1–9. DOI: 10.1117/1.JBO.23.1.016011

75. Stowe D.F., Gadicherla A.K., Zhou Y., Aldakkak M., Cheng Q., Kwok W.M., Jiang M.T., Heisner J.S., Yang M., Camara A.K. Protection against cardiac injury by small Ca (2+)-sensitive K (+) channels identified in guinea pig cardiac inner mitochondrial membrane. Biochim. Biophys. Acta. 2013; 1828 (2): 427–442. DOI: 10.1016/j.bbamem.2012.08.031

76. Wüst R.C., Helmes M., Stienen G.J. Rapid changes in NADH and flavin autofluorescence in rat cardiac trabeculae reveal large mitochondrial complex II reserve capacity. J. Physiol. 2015; 593 (8): 1829–1840. PMID: 25640645 DOI: 10.1113/jphysiol.2014.286153

77. Xu Z.H., Zhang Z.X., Wang J., Li Z., Liu X.L. Research on the autofluorescence spectroscopy of heart tissues. Guang Pu Xue Yu Guang Pu Fen Xi. 2009; 29 (6): 1651–1655. PMID: 19810552

78. Murphy T.H. Two-Photon Imaging of Neuronal Structural Plasticity in Mice during and after Ischemia. Cold Spring Harb. Protoc. 2015; 2015 (6): 548–557. PMID: 26034310 DOI: 10.1101/pdb.prot087486

79. Hershberger K.A., Martin A.S., Hirschey M.D. Role of NAD+ and mitochondrial sirtuins in cardiac and renal diseases. Nat. Rev. Nephrol. 2017; 13 (4): 213–225. PMID: 28163307 DOI: 10.1038/nrneph.2017.5

80. Akbar N., Sokolovski S., Dunaev A., Belch J.J., Rafailov E., Khan F. In vivo noninvasive measurement of skin autofluorescence biomarkers relate to cardiovascular disease in mice. J. Microsc. 2014; 255 (1): 42–48. PMID: 24811729 DOI: 10.1111/jmi.12135


Для цитирования:


Бабкина А.С. Лазер-индуцированная флуоресцентная спектроскопия в диагностике тканевой гипоксии (обзор). Общая реаниматология. 2019;15(6):50-61. https://doi.org/10.15360/1813-9779-2019-6-50-61

For citation:


Babkina A.S. Laser-Induced Fluorescence Spectroscopy in the Diagnosis of Tissue Hypoxia (Review). General Reanimatology. 2019;15(6):50-61. (In Russ.) https://doi.org/10.15360/1813-9779-2019-6-50-61

Просмотров: 119


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 1813-9779 (Print)
ISSN 2411-7110 (Online)