Влияние гемодилюции in vitro и in vivo на систему гемостаза

Цель исследования — определить в эксперименте, как гемодилюция раствором стерофундин/гелофузин (С/Г) в соотношении 2:1 влияет in vitro и in vivo на параметры системы гемостаза.

Материал и методы. Эксперименты провели на 75 крысах-самцах линии Wistar массой 270–380 г, наркотизированных тилетамин/золазепамом (40 мг/кг внутримышечно) + ксилазином (10 мг/кг внутримышечно). Животных разделили случайным образом на 4 группы: группа I — разведение образцов крови из сонной артерии С/Г in vitro на 25% (n=12), группа II — разведение крови in vitro на 37,5% (n=11), группа III — разведение in vivo на 25% (n=10), группа IV — контрольная (n=42) — без разведения. На первом этапе исследования сравнивали группы разведения in vitro с контрольной группой и между собой, на втором этапе — группу разведения in vivo сравнивали с контрольной группой. Для оценки влияния гемодилюции исследовали параметры низкочастотной пьезотромбоэластографии (НПТЭГ), тестов по оценке свертывания крови и общего анализа крови.

Результаты. При гемодилюции на 25% in vitro и in vivo С/Г в соотношении 2:1 изучаемые параметры системы гемостаза не выходили за рамки референсных границ, но in vitro отмечали тенденцию к усилению интенсивности ферментативного этапа свертывания и значимое усиление полимеризации сгустка по причине относительной недостаточности антикоагулянтов. Разведение крови in vitro на 37,5% значимо сокращало в крови количество фибриногена и тромбоцитов, ингибировало интенсивность протеолитического этапа свертывания, уменьшало плотность тромба в точке желирования T3, на 5-й минуте после ее достижения и максимальную амплитуду (МА) кривой НПТЭГ, а также значимо уменьшало антикоагулянтную активность крови. Выявленные изменения параметров системы гемостаза значительно выходили за границы референсных значений. Показано, что при разведении in vivo на 25% значения показателя плотности тромба отрицательно коррелировали с интенсивностью контактной коагуляции (величина отрицательная), а при разведении in vitro на 37,5% эти значения положительно коррелировали также и с количеством тромбоцитов и содержанием фибриногена.

Заключение. Гемодилюция раствором С/Г в соотношении 2:1 на 25% по объему минимально изменяет параметры гемостаза in vitro и является относительно безопасной для системы гемостаза.

1. Martini W.Z. Coagulation complications following trauma. Mil. Med. Res. 2016; 3: 35. DOI: 10.1186/s40779-016-0105-2

2. Баранич А.И., Сычев А.А., Савин И.А., Полупан А.А., Ошоров А.В., Потапов А.А. Нарушения системы гемостаза у пациентов в остром периоде изолированной черепно-мозговой травмы (обзор). Общая реаниматология. 2018; 14 (5): 85-95. DOI: 10.15360/1813-9779-2018-5-85-95

3. Spahn D. R., Bouillon B., Cerny V., Duranteau J., Filipescu D., Hunt B. J., Komadina R., Maegele M., Nardi G., Riddez L., Samama C-M., Vincent J-L., Rossaint R. The European guideline on management of major bleeding and coagulopathy following trauma: fifth edition. Critical Care. 2019; 23: 98. DOI: 10.1186/s13054-019-2347-3.

4. Mullier F., Lessire S., De Schoutheete J-C., Chatelain B., Deneys V., Mathieux V., Hachimi Idrissi S., Dogne J-M., Watelet J-B., Gourdin M., Dincq A-S. Facing coagulation disorders after acute trauma. B-ENT. 2016; 26 (1): 67-85.

5. Баранич А.И., Сычев А.А., Савин И.А., Полупан А.А., Ошоров А.В., Потапов А.А. Коагулопатия, ассоциированная с острым периодом черепно-мозговой травмы. Общая реаниматология. 2020; 16 (1): 27-34. DOI: 10.15360/1813-9779-2020-1-27-34

6. Кугаевская Е.В., Гуреева Т.А., Тимошенко О.С., Соловьева Н.И. Система активатора плазминогена урокиназного типа в норме и при жизнеугрожающих процессах (обзор). Общая реаниматология. 2018; 14 (6): 61-79. DOI: 10.15360/1813-9779-2018-6-61-79

7. Hampton D. A., Fabricant L. J., Differding J., Diggs B., Underwood S., De La Cruz D., Holcomb J. B., Brasel K. J., Cohen M. J., Fox E. E., Alarcon L. H., Rahbar M. H., Phelan H. A., Bulger E. M., Muskat P., Myers J. G., del Junco D. J., Wade C. E., Cotton B.A., Schreiber M. A. Prehospital intravenous fluid is associated with increased survival in trauma patients. J Trauma Acute Care Surg. 2013; 75 (1): 9-15. DOI: 10.1097/TA.0b013e318290cd52

8. Boyd C.J., Claus M.A., Raisis A.L., Hosgood G., Sharp C.R., Smart L. Hypocoagulability and platelet dysfunction are exacerbated by synthetic colloids in a canine hemorrhagic shock model. Front Vet Sci. 2018; 5: 279-290. DOI: 10.3389/fvets.2018.0027

9. Sevcikova S., Vymazal T., Durila M. Effect of balanced crystalloid, gelatin and hydroxyethyl starch on coagulation detected by rotational thromboelastometry in vitro. Clin Lab. 2017; 63 (10): 1691-1700. DOI: 10.7754/Clin.Lab.2017.170505

10. Kozek-Langenecker S.A. Fluids and coagulation. Curr Opin Crit Care. 2015; 21 (4); 285-291. DOI: 10.1097/mcc.0000000000000219

11. Wu R., Peng L-G., Zhao H-M. Diverse coagulopathies in a rabbit model with different abdominal injuries. World J. Emerg. Med. 2017; 8 (2): 141-147. DOI: 10.5847/wjem.j.1920-8642.2017.02.011

12. Dyer M., Haldeman S., Gutierrez A., Kohut L., Gupta A.S., Neal M.D. Uncontrolled hemorrhagic shock modeled via liver laceration in mice with real time hemodynamic monitoring. J Vis Exp. 2017; 123: 55554. DOI: 10.3791/55554

13. Wang H., Cao H., Zhang X., Ge L., Bie L. The effect of hypertonic saline and mannitol on coagulation in moderate traumatic brain injury patients. Am J Emerg Med. 2017; 35 (10): 1404-1407. DOI: 10.1016/j.ajem.2017.04.020

14. Ponschab M., Schöchl H., Keibl C., Fischer H., Redl H., Schlimp C.J. Preferential effects of low volume versus high volume replacement with crystalloid fluid in a hemorrhagic shock model in pigs. BMC Anesthesiol. 2015; 15: 133. DOI: 10.1186/s12871-015-0114-9

15. Соловьев М.А., Тютрин И.И., Удут В.В., Клименкова В.Ф. Опыт диагностики и мониторинга критических нарушений гемостаза. Медико-биологические и социально-психологические проблемы безопасности в чрезвычайных ситуациях. 2013; (4): 55-60. DOI: 10.25016/2541-7487-2013-0-4-55-60

16. Удут В.В., Тютрин И.И., Котловская Л.Ю.., Соловьёв M.A., Жуков Е.Л., Ластоветский А.Г., Бородулина Е.Г., Котловский М.Ю. Технология низкочастотной пьезотромбоэластографии в оценке гемостатического потенциала. Вестник новых медицинских технологий. 2016; 4 DOI: 10.12737/22220

17. Кинзерский А.А., Долгих В.Т., Кожук М.С. Методика получения референтных значений низкочастотной пьезотромбоэластографии у крыс-самцов линии Wistar. Сибирский медицинский журнал (Иркутск). 2016; 142 (3): 25-28.

18. Кинзерский А.А., Долгих В.В., Коржук М.С. Нормальные значения низкочастотной пьезотромбоэластографии крыс-самцов Wistar, полученные под ксилазин+тилетамин-золазепам анестезией при заборе крови из сонной артерии. Свидетельство о государственной регистрации базы данных №2016620346 // Бюл. № 4. Опубликовано 20.04.2016.

19. Кинзерский А.А., Петрова Ю.А, Коржук М.С., Долгих В.Т. Нормальные значения общего, биохимического анализа крови и коагулограммы крыс-самцов линии Wistar. Свидетельство о государственной регистрации базы данных № 2017620486/02.05.17. Бюл. №5.

20. Липатов В.А., Северинов В.А., Крюков В.А., Саакян А.Р. Этические и правовые аспекты проведения экспериментальных биомедицинских исследований in vivo часть II. Российский медико-биологический всестник им. И.П. Павлова. 2019; 27 (2): 245-257. DOI: 10.23888/PAVLOVJ2019272245-257

21. Кинзерский А.А., Долгих В.В., Коржук М.С. Временные и структурные показатели динамики тромбообразования низкочастотной пьезотромбоэластографии крыс-самцов wistar, полученные под ксилазин+тилетамин/золазепам анестезией при заборе крови из сонной артерии № 201662071 // Бюл. № 6. Опубликовано 01.06.2016.

22. Мастицкий С.Э., Шитиков В.К. Cтатистический анализ и визуализация данных с помощью R. Хайдельберг — Лондон Тольятти. 2014: 401

23. Haas T., Mauch J., Weiss M., Schmugge M. Management of dilutional coagulopathy during pediatric major surgery. Transfus Med Hemother. 2012; 39 (2): 114–119. DOI: 10.1159/000337245

24. Долгов В.В., Свирин П.В. Лабораторная диагностика нарушений гемостаза. М. — Тверь: ООО издательство «Триада»; 2005: 227. ISBN 5-94789-114-X

25. Ruttmann T.G., Lemmens H.J.M., Malott K.A., Brock-Utne J.G. The haemodilution enhanced onset of coagulation as measured by the thrombelastogram is transient. Eur J Anaesthesiol. 2006; 23 (7): 574-579. DOI: 10.1017/S0265021506000238

26. Veigas P.V., Callum J., Rizoli S., Nascimento B., Luz L.T. A systematic review on the rotational thrombelastometry (ROTEM®) values for the diagnosis of coagulopathy, prediction and guidance of blood transfusion and prediction of mortality in trauma patients. Scand. J. Trauma Resusc. Emerg. Med. 2016; 24 (1): 114. DOI: 10.1186/s13049-016-0308-2

27. Morris B.R., Laforcade A, Lee J., Palmisano J., Meola D., Rozanski E. Effects of in vitro hemodilution with crystalloids, colloids, and plasma on canine whole blood coagulation as determined by kaolin‐activated thromboelastography. J Vet Emerg Crit Care (San Antonio). 2016; 26 (1): 58-63. DOI: 10.1111/vec.12345

28. Schäfer N., Driessen A., Bauerfeind U., Fröhlich M., Ofir J., Stürmer E. K., Maegele M. In vitro effects of different sources of fibrinogen supplementation on clot initiation and stability in a model of dilutional coagulopathy. Transfus Med. 2016; 26 (5): 373–380. DOI: 10.1111/tme.12333

29. Sevcikova S., Durila M., Vymazal T. Rotational thromboelastometry assessment of ballanced crystalloid, hydroxyethyl starch and gelatin effects on coagulation: a randomized trial. Rev Bras Anestesiol. 2019; 69 (4): 383–389. DOI: 10.1016/j.bjan.2019.03.009

30. Kam P., Varanasi S., Yang K.X. The effects of haemodilution with succinylated gelatin solution on coagulation in vitro as assessed by thromboelastometry and impedance (multiple electrode) aggregometry. Anaesth Intensive Care. 2018; 46 (3): 272–277. DOI: 10.1177/0310057X1804600304